暑期將至，聯合分析帶回家！

在近期推送的微信中，小編給大家介紹了多組學整合分析在疾病研究中的一些應用和優勢，並對基因組學和轉錄組學聯合分析進行探討（多組學聯合分析——疾病研究的必備策略）。此次，小編又get到一項新的技能，希望在基因組和表觀組聯合分析上給大家一些新的啟發。

目前，表觀遺傳調節和表觀遺傳特徵變化已證實與多種疾病相關，例如阿爾茨海默病[1]、慢阻肺[2]、氣道炎性疾病[3]等，通過基因組和表觀組聯合分析，可以對疾病機制有更深的理解。有研究者通過全基因組DNase I 圖譜和GWAS中的SNPs數據，構建了疾病與生物學性狀之間的調控網路，發現93% SNPs在非編碼區，且集中在DNase I 高敏感位點區域（DHSs）[4]。Fleur C 等利用外顯子測序和DNA甲基化聯合分析揭示了肌萎縮側索硬化症患者的遺傳基礎[5]。下面就讓我們一起圍觀利用基因組學和表觀組學的方法發表的兩篇文章吧！

案例一：PTF1A上末端增強子的隱性突變

引起單純性胰腺發育不全[6]

期刊：Nature Genetics IF：29.35

研究背景：

順式調節突變對人類疾病的貢獻還很難解決，雖然全基因組測序能識別非編碼變異，但要想識別緻病的且具有調控作用的突變仍面臨挑戰，我們對hESC衍生的胚胎胰腺祖細胞進行表觀注釋，去解釋導致胰腺發育不全的全基因組序列。在10個胰腺發育不全的家系中，PTF1A下游25kb的400bp處發現6個隱性突變，這些突變廢除了增強子的活性且普遍引起胰腺發育不全，整合基因組測序和表觀注釋能夠揭示新的非編碼元件在人的發育和疾病中的潛在作用。

方法流程：

研究結果：

1）全基因組測序識別突變在PTF1A下游25kb的區域，候選的增強子區域有一段高度保守的400bp的區域，利用ChIP-seq檢測該區域與作為增強子marker的H3K4me1、FOXA2 和 PDX1 的結合情況。

圖1 利用表觀注釋識別一些推測為增強子元件上的共有突變

2）對另外19個先證者（9個有其他胰腺綜合征患者，10個單純性胰腺發育不全患者）進行測序，在6個單純性發育不全患者中識別了在PTF1A增強子上的隱性突變，且通過共分離驗證。

圖2 在PTF1A增強子上家系的突變情況

3）證實PTF1A上的5個突變阻礙了增強子的活性。FOXA2和PDX1是胰腺發育必須的兩個轉錄因子，通過去除轉錄因子結合位點考察突變對功能的影響；其中，三個突變去除了與FOXA2的結合位點，第四個突變去除了與PDX1的結合位點，並通過電泳遷移率變動分析得到了證實；另外，還有一個突變去除了一個非特異性DNA與蛋白結合位點。這些發現說明，多個突變引起單純性胰腺發育不全破壞了非認知增強子的功能，這個增強子的靶點是人類胚胎胰腺祖細胞。

圖3 影響胰腺發育不全的突變干擾了轉錄增強子功能

研究結論：

1）說明了一個新的PTF1A上末端增強子突變導致單純性胰腺發育不全。

2）整合基因組和表觀組數據可以識別導致疾病發生的新的調控子元件。

案例二：用DNA甲基化抑製劑改善X染色體連鎖相關的溶酶體貯積症的自噬障礙[7]

期刊：Circulation IF：19.31

研究背景：

溶酶體貯積症是X染色體連鎖障礙，能夠導致心肌病，引起溶酶體相關的膜蛋白的缺乏。在女性患者中，晚髮型的和較少極端表型的患者，被認為是X染色體攜帶疾病相關的等位基因突變引起的X染色體失活。本文利用特殊患者誘導的iPSCs溶酶體貯積症模型去評估DNA甲基化抑製劑對X染色體再活化的潛在作用。

方法流程：

研究結果：

1）一個二代家系識別患者中有LAMP2-c.520>T突變。

圖1 患者家系圖和攜帶的突變

2）免疫染色方法分析說明LC3聚合物積累在有LAMP2缺陷的iPSC-CMs細胞中，為了揭示可能的原因，進一步評估了LC3-I和LC3II水平的變化。

圖2LAMP2的缺陷影響自噬作用

3）5AdC治療可以部分恢復靜默的LAMP2等位基因活性和相關蛋白的產生。

圖3 LAMP2蛋白的變化水平

4）為了證實5AdC能夠使LAMP2基因去甲基化，對治療組和對照組的細胞分別提取DNA進行甲基化晶元分析，與對照組相比，在LAMP2基因上，有8個位點甲基化水平減少。表明LAMP2基因的去甲基化是5AdC的作用。

圖4LAMP2基因上8個位點的甲基化水平

研究結論：

iPSC-CM為研究X染色體連鎖貯積症的新的機制研究提供了平台，也為篩選治療相關疾病的藥物提供了新的觀察視角。

兩篇文章是否意猶未盡呢，下面小編總結了幾篇基因組和表觀組聯合分析的代表文獻，供大家參考。

基因組和表觀組聯合分析代表文獻

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參考文獻

[1] D.A. Bennett, L. Yu, J. Yang,et al.Chapter9 – Epigenomics of Alzheimer』s Disease[J].Translating Epigenetics to the Clinic, 2017:227–278.

[2] Lee MK, Hong Y, Kim SY,et al. Epigenome-wide association study of chronic obstructive pulmonary disease and lung function in Koreans[J].Epigenomics, 2017, 9(7): 971-984.

[3] Van den Bosch T, Kwiatkowski M, Bischoff R,et al. Targeting transcription factor lysine acetylation in inflammatory airway diseases[J].Epigenomics, 2017, 9(7):1013-1028.

[4] Maurano MT, Humbert R, Rynes E,et al.Systematic localization of common disease-associated variation in regulatoryDNA.Science, 2012, 337(6099): 1190–1195.

[5] Fleur C. Garton, Beben Benyamin, Qiongyi Zhao,et al. Whole exome sequencing and DNA methylation analysis in a clinical amyotrophic lateral sclerosis cohort[J].Molecular Genetics & Genomic Medicine,2017.

[6] Weedon M N, Cebola I, Patch A M,et al. Recessive mutations in a distalPTF1Aenhancer cause isolated pancreatic agenesis[J].Nature Genetics, 2014,46(1):61-4.

[7] Ng K M, Mok P Y, Butler A W,et al. Amelioration of X-Linked Related Autophagy Failure in Danon Disease With DNA Methylation Inhibitor[J].Circulation, 2016, 134(18):1373.

[8] Paul D S, Teschendorff A E, Dang M A N,et al. Increased DNA methylation variability in type 1 diabetes across three immune effector cell types[J].Nature Communications, 2016, 7:13555.

[9] Ventham N T, Kennedy N A, Adams A T,et al. Integrative epigenome-wide analysis demonstrates that DNA methylation may mediate genetic risk in flammatory bowel disease[J].Nature Communications, 2016, 7:13507.

[10] White C C, Yang H S, Yu L,et al. Identification of genes associated with dissociation of cognitive performance and neuropathological burden: Multistep analysis of genetic, epigenetic, and transcriptional data[J].PlosMedicine, 2017, 14(4):e1002287.

[11] Martinelli G, Mancini M, Benedittis C D,et al.SETD2and histone H3lysine 36 methylation deficiency in advanced systemic mastocytosis[J].Leukemia, 2017.

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